Основные клинические методы исследования легких у животных. Методы исследования животных

Методы клинического исследования животных

Основные клинические методы исследования легких у животных. Методы исследования животных

Обращение с животным не должно вызывать его беспокойства.

Легковозбудимых животных следует в течение некоторого времени приучать к своему присутствию, так как их возбуждение, особенно плотоядных, поросят, овец, приводит к учащению пульса, частоты дыхания и т. п.

, что не позволяет получать объективных клинико-физиологических данных. Контактирование с животным должно строиться в соответствии с особенностями состояния его здоровья и нрава.

Когда спокойное, ласковое обращение с животным не обеспечивает необходимых условий для полноценной врачебной работы, используют принудительные меры укрощения.

К числу общих методов клинического исследования животных относятся: осмотр, пальпация, перкуссия, аускультация и термометрия.

Осмотр (inspectio) — наиболее простой и доступный метод исследования. Его проводят при хорошем дневном освещении или с использованием искусственных источников.

Для более тщательного локального осмотра используют налобные осветители, лупы, рефлекторы.

Однако при искусственном освещении труднее распознать интенсивность и характер изменения цвета непигментированной кожи и слизистых оболочек.

Общий осмотр начинают с головы, затем осматривают последовательно шею, грудную клетку, позвоночный столб, живот, конечности слева и справа, спереди и сзади, обращая внимание на общее состояние, упитанность, развитие и правильность телосложения, целостность и симметричность отдельных частей тела. При местном осмотре изучают характер, интенсивность, распространенность, стадию развития и другие особенности возможных патологических изменений на теле животного.

Пальпация (palpatio) основана на использовании чувства осязания и стереометрического ощущения при ощупывании отдельных зон тела. Дает представление о величине, форме, консистенции, температуре, чувствительности,, подвижности, гомогенности, эластичности и некоторых функциональных проявлениях (частоте и качестве пульса, дыхания, руменации и др.).

Поверхностная пальпация проводится одной или обеими руками без значительного давления на ткани. Позволяет распознать незначительные патологические изменения поверхности тела, новообразования на коже, нарушения целостности, изменение влажности, сальности кожи и волосяного покрова; силу и распространенность сердечного толчка, движения грудной клетки; температуру, чувствительность кожи.

Применяется при исследовании магистральных сосудов (артерий и вен), живота у мелких животных; суставов, костей ив связок.

Глубокая пальпация применяется для изучения локализации, размеров и формы внутренних изменений.

Проводится одним или несколькими пальцами в зависимости от упругости тканей и их чувствительности к давлению методами скользящей, проникающей, бимануальной и баллотирующей пальпации.

Скользящую пальпацию применяют при исследовании органов брюшной полости у мелких животных.

Кончики пальцев постепенно продвигают в глубь живота, последовательно пальпируя прилегающие ткани.

При проникающей пальпации вертикально к поверхности тела пальцами или кулаком проводится постепенное и сильное давление на ограниченном участке.

Этим методом, в частности, определяют наполнение рубца и консистенцию его содержимого, болезненность в области сетки у крупного рогатого скота.

При бимануальной пальпации одной рукой удерживают исследуемую зону, а другой пальпируют глотку, пищевод, беременную матку у мелких животных, почки, кишечник, печень и т. п.

Баллотирующая (толчкообразная) пальпация проводится прижатыми друг к другу пальцами, а также полусжатым или сжатым кулаком.

Толчкообразными движениями исследуют селезенку, печень; ими пользуются при диагностике глубокой беременности, асцита, массивных опухолей и других новообразований (эхинококкоз).

Внутренняя пальпация проводится у крупных животных и состоит в мануальном исследовании щек, десен, зубов, нёба, глотки, гортани, языка рукой, введенной в раскрытую ротовую полость зафиксированного животного.

Перкуссия (percussio — простукивание) позволяет определить физические свойства и границы проецируемых на поверхность тела внутренних тканей, органов и полостей организма по амплитуде, частоте и продолжительности звучания.

Акустические свойства перкуторных звуков в норме и патологии зависят от массивности, эластичности, напряжения тканей, количества газа в полостях, от способа и силы нанесения перкуторного удара, расстояния исследуемой субстанции от поверхности тела, толщины кожи и подкожной клетчатки, густоты волосяного покрова, упитанности, возраста, живой массы животных, а также от интенсивности, стадии развития, физической формы, очага патологического процесса.

Результаты перкуссии оценивают по силе, высоте, продолжительности, и оттенкам звука (тимпанический, атимпанический, коробочный, с металлическим оттенком, звук треснувшего горшка и т. д.).

Исследование проводят путем непосредственной и посредственной перкуссии. При непосредственной перкуссии простукивание проводят кончиками одного-двух (указательного, среднего) согнутых во второй фаланге пальцев. Отрывистые удары наносят по поверхности кожи исследуемой зоны, сгибая и разгибая запястный сустав.

Непосредственная перкуссия используется при исследовании лобных, верхнечелюстных пазух, воздухоносного мешка у лошадей, а также при исследовании мелких животных, особенно с низкой упитанностью.

При посредственной перкуссии перкуторные удары наносятся не по коже, а по указательному или среднему пальцу другой руки (дигитальная перкуссия) или перкуссионным молоточком массой от 60 до 250 г по плессиметру (инструментальная перкуссия).

При исследовании органов и частей тела, плотных и однородных с физической (акустической) точки зрения (сердце, печень, мышцы), практический интерес имеет топографическая перкуссия, а при исследовании физически неоднородных тканей (легкие) важное диагностическое значение приобретает также качественная (сравнительная) перкуссия. При выявлении патологических изменений в тканях применяют перкуссию стаккато – отрывистые, короткие, относительно сильные удары молоточком по плессиметру, а при определении топографических границ — леггато — медленные удары но плессиметру с задержкой на нем перкуссионного молоточка.

Рис. 1. Графическое изображение перкуторного звука:

1 — громкий; 2 — тихий; 3 — продолжительный; 4 — короткий; 5 — высокий; 6 — низкий.

При глубокой перкуссии в акустический процесс вовлекаются ткани на глубину до 7 см и радиусом до 4—6 см, а при поверхностной – на глубину до 4 см в радиусе 2—3 см.

При определении границ органов (например, абсолютной и относительной тупости сердца) используют «пороговую перкуссию», акустические явления при которой происходят на «границе слухового восприятия» (человек воспринимает звуки в диапазоне частот от 16 до 20 000 Гц).

Перкуторные звуки качественно различаются по громкости (силе), высоте, продолжительности и тембру (рис. 1).

Аускультация (auscultatio) основана на слуховом восприятии возникающих в организме звуков и шумов.

По месту возникновения, интенсивности, распространенности, времени, характеру проявления звуков и шумов и их акустическим свойствам судят об анатомо-морфологическом и функциональном состоянии отдельных органов и систем.

Восприятие внутренних звуков может осуществляться ухом через салфетку, приложенную к поверхности тела (непосредственная аускультация), или опосредоваться через стетоскопы, фонендоскопы и стетофонендоскоиы различных конструкций.

Положительной стороной непосредственной аускультации является то, что воспринимаемые ухом звуки почти не искажаются при передаче. Однако она не всегда применима, особенно при исследовании мелких животных, а также топической диагностике. Изготавливают твердые и гибкие стетоскопы.

Твердый стетоскоп представляет собой трубку с обоюдоострым воронкообразным расширением разного диаметра: узкой частью стетоскоп прикладывается к поверхности тела исследуемого животного, а более широкой — к уху исследователя.

Для получения объективных данных при стетоскопии необходимо, чтобы полость стетоскопа между ухом исследователя и кожей животного образовывала замкнутое пространство. Гибкий стетоскоп обычно изготавливается в комплексе с фонендоскопом.

Фонендоскоп – один из наиболее распространенных и чувствительных приборов для аускультации.

Использование пелота позволяет уловить звуковые явления, возникающие на малой площади, что особенно важно при топической диагностике, в том числе дифференциации пороков сердца. На частотную характеристику звуковых явлений влияет степень прижатия головки фонендоскопа к поверхности тела.

Чем сильнее прижата головка, тем яснее выделяются высокочастотные составляющие. При этом, чем толще мембрана, тем слабее воспроизводятся «низкочастотные» составляющие и сильнее выделяются высокие частоты.

Так, черная мембрана фонендоскопа М-031, имеющая толщину 0,5 мм, обеспечивает наибольшее подавление низкочастотных компонентов, а прозрачная мембрана толщиной 0,12 мм предназначена для работы без пелота и дает возможность воспринимать исследуемые звуки с максимальной интенсивностью.

Выслушивать звуковые, явления можно также с использованием усилительных приборов – аудиометров (рис. 2).

Рис. 2. метр клинический АК-02.

Термометрия (thermometria) у животных — обязательный метод клинического исследования.

Изменения температуры тела часто отмечаются еще до появления других признаков болезни, а динамика температуры в процессе болезни объективно характеризует тенденции ее развития и эффективность лечения.

Температуру тела у животных измеряют, как правило, ректально ртутными или электронными термометрами. Перед введением термометра в прямую кишку его встряхивают, дезинфицируют, смазывают вазелином и фиксируют.

Термометрия длится не менее 5 мин, после чего термометр извлекают, протирают ваткой и читают результат. Чистые ртутные термометры хранят в склянке с дезраствором.

Электронный термометр обрабатывают антисептиками перед использованием и после проведения термометрии.

При не возможности ректальной термометрии измеряют влагалищную температуру. В норме она на 0,3—0,5°С ниже ректальной.

Следует отметить, что температура кожи у животных существенно ниже ректальной и неодинакова на различных, участках тела (рис. 3). Это надо учитывать при исследованиях, нуждающихся в максимальной точности.

Рис. 3. Температура кожи свиньи на различных участках тела.

Кроме общих методов, при исследовании животных применяются многие другие специальные методы – электрокардиография, осциллография, гастроэнтерография, пневмография, рентгеновские методы, функциональные пробы и т. д.

25154

Занимательно

Источник: https://veterinarka.ru/for-vet/metody-klinicheskogo-issledovaniya-zhivotnyh.html

Основные клинические методы исследования легких у животных. Общие и специальные методы исследования животных

Основные клинические методы исследования легких у животных. Методы исследования животных

10.03.2019

Кошки издавна входят в узкий круг животных, с которыми человек охотно готов разделить своё жилище. И неудивительно: ведь одним из главных аргументом при выборе домашнего любимца является чистоплотность животного, являющаяся характерной особенностью кошки.

Это животное легко обучается отправлению своих естественных нужд ещё в очень юном возрасте – с пяти-шести недель, и впоследствии постоянно следует этой привычке. Поэтому, если ваша киса была уличена в нечистоплотности, не стоит её ругать и упрекать.

Возможно, у животного появились проблемы со здоровьем, которым братья наши меньшие иногда, так же, как и мы, бывают подвержены. Картину способен прояснить анализ мочи кошки, который назначается специалистом ветеринарной клиники.

Обычно это исследование проводят при подозрении у животного проблем с мочевыделительной системой или для уточнения другого диагноза (отравление токсинами, сахарный диабет и т.п.), а также для контроля динамики заболевания и эффективности лечения.

Как взять анализ мочи у кошки

В зависимости от сложности и особенностей течения заболевания, сбор мочи животного производится в домашних условиях или в ветлечебнице. Если материал собирается дома, хозяину кошки следует лоток предварительно необходимо помыть проточной водой без применения химических средств и затем обдать кипятком.

Затем мочу можно перелить в стерильную ёмкость (сухая стеклянная банка, специальная ёмкость для сбора анализов) или набрать в стерильный шприц. В случае невозможности произвести эту манипуляцию в домашних условиях, её осуществляет врач при помощи катетера.

Иногда, при непроходимости мочевыводящих путей кошки, необходимо произвести цистоцентез (прокол мочевого пузыря). Доставить мочу в лабораторию для выполнения анализа следует не позже, чем через полчаса после взятия материала. Если это условие невозможно осуществить, материал необходимо охладить до +4°С.

В этом случае транспортировка может занимать до 3-х часов.

Расшифровка анализа мочи кошки

В первую очередь при выполнении анализа мочи кошки оцениваются физические характеристики, такие как цвет, прозрачность и плотность. Часто они позволяют выявить проблему с первого взгляда.

Так, насыщенный коричневатый оттенок может свидетельствовать о заболевании жёлчного пузыря и патологиях печени, а красноватый оттенок или, наоборот, бесцветность зачастую говорят о проблемах с почками. Однако, не стоит забывать, что цвет мочи иногда может меняться после употребления определённой пищи или лекарственных препаратов.

Что касается прозрачности, в норме допускается лишь незначительное помутнение. Если же помутнение ярко выраженное, это свидетельствует о присутствии в моче лейкоцитов, эритроцитов, солей, бактерий. В этом случае производится микроскопическое и химическое исследование осадка.

Норма анализа мочи кошек

Нормальная плотность мочи кошки находится в пределах от 1,015 до 1,030.

Значительные отклонения в сторону меньшего показателя могут сигнализировать о хронической почечной недостаточности, несахарном диабете.

Если имеет место существенное отклонение в большую сторону, это может свидетельствовать о сахарном диабете, сердечной недостаточности, заболеваниях печени и почек, большой потере жидкости.

Среди химических показателей важнейшее значение имеют кислотность (рН), а также наличие или отсутствие белка, глюкозы и билирубина.

Для кошек норма показателя рН составляет от 5,5 до 6,5.

рН мочи, как правило, отражает рацион. При мясном/ белковом рационе моча будет кислой (меньше 7), а при растительном/ зерновом- щелочной (больше 7).

Так же кормление животного не качественными кормами может привести к сдвигу рН в ту, или иную сторону. Инфекция мочевыводящих путей, вызванная микроорганизмами, приводит к ощелачиванию мочи. На образование кристаллов в моче так же влияет рН.

Совокупность этих факторов может привезти к образованию в моче кристаллов струвитов.

Присутствие в моче белка (в норме его быть не должно) говорит о патологиях мочевыделительной системы, сердечной недостаточности и других заболеваниях.

белка интерпретируется вместе с находками при исследовании мочевого осадка. Патологии мочевыделительного тракта, такие как воспаление или кровотечение, будут приводить к появлению повышенного количества белка в моче.

В таких случаях требуется мониторинг и повторное определение уровня белка в моче уже после проведенного лечения.

Так же важно биохимическое определение уровня белка и креатинина в моче и расчет соотношения белок / креатинин в моче позволяют нам определить начальные стадии заболевания почек, таких как гломерулонефрит и начать лечение.

Наличие билирубина свидетельствует о механической желтухе, вирусном или хроническом гепатите, анемии, заболеваниях желудочно-кишечного тракта.

Повышение уровня глюкозы в моче может указывать на такие заболевания как сахарный диабет или заболевания почек.

Как видим, анализ мочи кошки является одним из важнейших исследований, позволяющих ветеринарному врачу поставить точный диагноз и назначить вашему питомцу максимально эффективное лечение.

Анализ мочи является важным методом исследования пациентов с заболеваниями нижних отделов мочевыводящих путей. Образцы мочи для анализа могут быть получены разными способами, хотя, в большинстве случаев, предпочтителен метод цистоцентеза.

Сбор мочи из туалетного лотка, получение средней порции мочи при свободном мочеиспускании или с помощью катетеризации – эти методы можно рассматривать как альтернативные. При интерпретации результатов исследования следует учитывать метод получения мочи.

В этой статье будут обсуждаться различия между нормальными показателями мочи у кошек и собак, а также ограничения некоторых из доступных тестов.

Образцы мочи могут быть собраны с помощью методов цистоцентеза, катетеризации, сбора средней порции мочи при свободном мочеиспускании и непосредственно из туалетного лотка.

В зависимости от требований к анализу, вполне допустимо использовать мочу, собранную из туалетного лотка или полученную при свободном мочеиспускании.

Образец мочи, полученный путем забора из туалетного лотка, может быть «контаминирован» эпителиальными клетками, содержать повышенное количество белка и бактерий из уретры/половых путей, а также загрязнения из лотка, что может повлиять на интерпретацию некоторых результатов исследования.

В Таблице 1 обобщены «оптимальные» требования к образцам мочи, хотя важно подчеркнуть, что образцы мочи, полученные из туалетного лотка, тем не менее, могут использоваться для исследования на наличие бактериурии, определения соотношения белок/креатинин и других показателей, просто в этом случае интерпретация результатов будет более сложной.

Таблица 1. Предпочтительный тип образца мочи для анализа

Получение образцов мочи у кошки методом цистоцентеза

Образцы мочи могут быть получены у кошек, находящихся в сознании, при использовании щадящей фиксации животного. Можно использовать однодюймовые иглы 23 калибра по Стабсу, со шприцем объемом 5 мл или 10 мл.

Пациента следует удерживать как можно ровнее в стоячем положении, в боковом лежачем или лежачем дорсальном положениях. В любом случае, лучше будет удерживать кошку в положении, в котором она будет чувствовать себя наиболее комфортно.

Если кошка напряжена, пропальпировать мочевой пузырь гораздо сложнее, так что в интересах врача, чтобы кошка оставалась спокойной, насколько это возможно. Одной рукой пальпируется и фиксируется мочевой пузырь, а другой рукой осуществляются манипуляции со шприцем.

Если кошка лежит на спине, то мочевой пузырь может быть выдвинут каудально, так, чтобы зафиксировать его между рукой и костями таза (Рисунок 1а).

Цистоцентез у кошек, положение “на спине”
Цистоцентез у кошек, положение “на боку”

Рисунок 1. Забор мочи из мочевого пузыря (цистоцентез) у кошек может быть выполнен в положении стоя, в положении на спине (a) и в положении на боку (b)

Если кошка находится в стоячем или боковом лежачем положении, мочевой пузырь можно зафиксировать, расположив большой палец руки на краниальном полюсе мочевого пузыря, а остальными пальцами руки осторожно поднимать мочевой пузырь по направлению к себе (Рисунок 1b).

После того как мочевой пузырь был зафиксирован, необходимо удалить колпачок с иглы, а иглу мягко ввести через кожу в мочевой пузырь. Во время медленного и плавного прохождения иглы через кожу большинство кошек практически ничего не чувствуют и не будут проявлять двигательную активность (вздрагивать). Игла полностью погружается таким образом, чтобы канюля иглы касалась кожи.

Аспирацию мочи производят одной рукой, после чего следует ослабить давление со стороны другой руки, прежде чем извлечь иглу.

Осложнения после проведения цистоцентеза очень редко встречаются у здоровых кошек, но могут включать появление гематом и геморрагии (обычно незначительных, но это может отразиться на результатах анализа мочи), временное повышение тонуса блуждающего нерва (рвота, одышка, коллапс), истечение мочи в брюшную полость и разрыв мочевого пузыря (редко наблюдается у кошек с уретральной обструкцией).

Если мочевой пузырь не пальпируется, но есть необходимость проведения цистоцентеза (например, для бактериологического посева мочи), то для точного обнаружения мочевого пузыря и определения направления иглы цистоцентез может быть выполнен под контролем УЗИ. Достаточное количество геля для ультразвуковых исследований наносится перед получением ультразвукового изображения и получения проб. При этом необходимо быть предельно внимательным, чтобы случайно не ввести иглу через гель или через наконечник датчика!

У собак цистоцентез может быть выполнен при стоячем или боковом лежачем положении животного. Необходимо локализовать и зафиксировать мочевой пузырь. Фиксация мочевого пузыря может быть затруднительна у очень крупных собак или собак, страдающих ожирением.

В таких ситуациях можно посоветовать нажать ладонью на брюшную стенку, противоположную той, с которой будет осуществляться забор пробы. Проведение цистоцентеза «вслепую» не рекомендуется; такой метод обычно не приносит результатов и может вызвать повреждение органов брюшной полости.

Осторожное встряхивание мочевого пузыря при абдоминальной пальпации помогает получить материал, который, возможно, осел в нижней части мочевого пузыря. Рекомендуется использовать иглу 22 G, длиной 1,5-3 см, в зависимости от размера собаки. Игла вводится с вентральной стороны брюшной стенки и проводится в мочевой пузырь в каудовентральном направлении.

Затем моча осторожно аспирируется в шприц. Важно не применять чрезмерное давление на мочевой пузырь, так как это может привести к вытеканию мочи в брюшную полость.

Так же как и в случае с кошками, если мочевой пузырь у собак невозможно пропальпировать или врач имеет какие-либо сомнения относительно этой процедуры, то проведение цистоцентеза под контролем УЗИ упростит получение образца мочи.

Получение образцов мочи методом забора из туалетного лотка

Для получения образцов мочи из туалетного лотка необходимо, чтобы кошка использовала туалетный лоток без наполнителя, либо с одним из невпитывающих наполнителей (коммерческие бренды включают Katkor®, kit4cat®, Mikki®; к некоммерческим вариантам наполнителей относятся чистый аквариумный гравий или пластиковые шарики). После того как кошка помочилась, образец мочи собирают с помощью пипетки или шприца и помещают в стерильную пробирку для последующего анализа (Рисунок 2).

Рисунок 2. Образцы мочи, полученные из туалетного лотка, можно использовать для проведения общеклинического анализа. Однако при исследовании бактериурии или протеинурии результаты анализа могут оказаться недостоверными.

Анализ образца должен быть осуществлен в как можно более короткие сроки. Образец следует хранить в холодильнике, если невозможно провести его немедленный анализ.

Во время сбора мочи у собак при естественном мочеиспускании первая порция мочи не собирается, и только средняя порция может использоваться для анализа. Хотя в некоторых случаях ручное сдавливание мочевого пузыря может вызвать мочеиспускание, этот метод может иметь несколько негативное воздействие на пациента и на качество полученных образцов, поэтому авторы не рекомендуют его использовать.

Получение образцов мочи методом катетеризации

У кошек получение образцов мочи этим методом применяется в тех случаях, когда выполнение катетеризации требуется для других диагностических или терапевтических целей, таких как лечение уретральной обструкции или проведение ретроградного контрастирования. Процедура катетеризации может вызвать травму или способствовать развитию инфекции моче выводящих путей.

Таким образом, следует избегать проведения катетеризации, если на то нет необходимости, а при выполнении процедуры использовать атравматичный материал и соблюдать правила асептики. У большинства собак для катетеризации могут применяться катетеры с диаметром 4-10, но врач должен попытаться использовать катетер с наименьшим диаметром, что позволит облегчить процедуру.

Исследование мочи в условиях ветеринарной клиники

По возможности обычное исследование мочи следует проводить собственными силами. Когда образцы отправляются во внешнюю лабораторию, проведение анализа может задержаться, и результаты в итоге окажутся неточными.

Определение физических свойств и удельного веса мочи
При исследовании образца мочи необходимо определить его цвет, прозрачность, наличие осадка. Удельный вес мочи (USG) следует определять с использованием рефрактометра (Рисунок 3).

Рисунок 3. Удельный вес мочи должен измеряться с помощью рефрактометра, а не тест-полосками.

Моча может быть классифицирована как изостенурия (USG = 1,007-1,012, равный клубочковому фильтрату – первичная моча), гипостенурия (USG < 1,007) и гиперстенурия (USG > 1,012).

Мочевые тест-полоски ненадежны для оценки USG, определения нитритов, уробилиногена и лейкоцитов у кошек и собак.

Образец мочи (5 мл) можно центрифугировать, а полученный осадок окрасить и исследовать с помощью световой микроскопии.

Нормальные результаты суммированы в Таблице 2.

Таблица 2. Анализ мочи в условиях клиники и интерпретация результатов:

ПоказательРеферентные значения

Источник: https://www.medicont.ru/sinusitis/osnovnye-klinicheskie-metody-issledovaniya-legkih-u-zhivotnyh-obshchie-i.html

Методы лабораторной диагностики инфекционных заболеваний животных – статьи специалистов ИВЦ МВА им. К.И. Скрябина – ИВЦ МВА

Основные клинические методы исследования легких у животных. Методы исследования животных

Радюк Екатерина Васильевна – врач-лаборант ИВЦ МВА

Инфекционные заболевания весьма часто встречаются в ветеринарной практике. Для владельца животного важно вовремя обратить внимание на симптомы недомогания питомца.

Для большинства инфекционных заболеваний эти симптомы неспецифичны: угнетение, отказ от корма, повышенная температура тела,  рвота, понос; при некоторых заболеваниях встречается хромота и опухание суставов; возможно изменение цвета мочи.

Для ветеринарного врача, к которому приводят заболевшее животное, важно составить список дифференциальных диагнозов и исключить (или подтвердить) их специальными методами диагностики.

Однако стоит помнить, что выбор диагностического метода будет зависеть от вида возбудителя, его локализации и стадии заболевания.

Методика, применимая для диагностики одной инфекции, совершенно неприемлема для диагностики другой.

В данной статье представлен обзор основных методов диагностики инфекционных заболеваний, которыми располагает современная ветеринарная медицина.

1. Культивирование

Целью данного метода является изоляция возбудителя и получение его чистой культуры на специальной среде в оптимальных условиях. Наряду со световой микроскопией культивирование микроорганизмов является «классическим» методом диагностики.

Успешное выделение и культивирование возбудителя из клинического материала позволяет подтвердить этиологию заболевания на ранних сроках до появления специфических антител и идентифицировать возбудитель.

Однако у этого метода есть свои, достаточно значимые для клинической практики, ограничения.

Возбудители многих заболеваний, как правило, достаточно требовательны к питательным средам и достаточно сложны для культивирования invitro. Не для всех возбудителей определены условия культивирования.

В некоторых случаях используют синтетические или полусинтетические среды – однако при этом рост возбудителей очень медленный (до нескольких месяцев) и всегда присутствует значительный риск грибковой или бактериальной контаминации, несмотря строгое соблюдение асептики.

Кроме того, проведение работ по культивированию возможно только в специализированных микробиологических лабораториях.

Поэтому в ветеринарии данный метод не нашел широкого применения при диагностике инфекционных заболеваний; работы, связанные с культивированием возбудителей, проводятся, как правило, только в специальных исследовательских институтах с целью их более детального изучения и разработки диагностических тест-систем.

2. Световая микроскопия

1) Микроскопия фиксированных окрашенных препаратов

Является наиболее доступным и потому распространенным методом диагностики инфекционных (особенно трансмиссивных) заболеваний в ветеринарной медицине. Основан на выявлении возбудителя в клиническом материале по характерной морфологии. Однако, несмотря на свою простоту и доступность, у этого метода есть свои недостатки.

Во-первых, у метода световой микроскопии достаточно ограниченная чувствительность. При незначительном количестве возбудителей в материале результат микроскопии может быть отрицательным.

Во-вторых, необходимо тщательное приготовление и окраска мазков для минимизации возможных артефактов.

В-третьих, лаборанту или врачу, интерпретирующему мазок, требуется достаточный опыт и хорошее знание морфологии как клеток тканей, так и возбудителей и умение отличать последних от возможных рефракционных артефактов или преципитатов красителя.

И, в-четвертых, точное определение вида возбудителя при использовании только световой микроскопии возможно далеко не всегда.

Поэтому световую микроскопию стараются дополнять другими методами диагностики, основанными на обнаружении специфических антител либо генетического материала возбудителя.

2)Темнопольная микроскопия

Вид оптической микроскопии, в которой контраст изображения увеличивают за счет регистрации только света, рассеянного изучаемым образцом. Как правило, используется для обнаружения спирохет –  боррелий и лептоспир.

Из-за необходимости наличия специального оборудования в рутинной ветеринарной практике применяется редко.

Кроме того, с помощью темнопольной микроскопии невозможно определить видовую принадлежность возбудителя и его патогенность. 

3. Полимеразная цепная реакция (ПЦР)

Полимеразная цепная реакция (ПЦР) – это метод ферментативного получения ампликонов (большого количества копий) исследуемых фрагментов ДНК путем повторных циклов репликации и денатурации (разделения цепи ДНК на отдельные нити); при этом происходит копирование только исследуемого участка ДНК (при условии его присутствия в данном образце), поскольку только этот участок соответствует заданным условиям.

Метод ПЦР идеально подходит для обнаружения микроорганизмов, трудно визуализирующихся, медленно растущих или сложных в культивировании. ПЦР является наиболее предпочтительным методом для диагностики заболевания в острый период.

Основным лимитирующим фактором при использовании ПЦР является содержание в исследуемой пробе достаточного количества материала (нуклеиновой кислоты возбудителя).

Для многих возбудителей известно, что их количество в крови меняется с течением времени; таким образом, в какой-то момент времени ПЦР может показать ложноотрицательный результат у инфицированного пациента.

Таким образом, для врача крайне важно знать тропность возбудителя к тканям организма и отправлять на исследование тот материал, в котором вероятность обнаружения возбудителя наиболее высока (например, мочу – при диагностике лептоспироза, плаценту или пунктат семенников при подозрении на бруцеллез, синовиальную жидкость  – при исследовании на боррелиоз).

К техническим недостаткам этого метода можно отнести возможность ложноотрицательных результатов из-за присутствия ингибиторов реакции в пробе, а также возможность ложноположительных результатов вследствие контаминации. Кроме того, данный метод не всегда подходит для оценки эффективности лечения, поскольку ПЦР выявляет как живые микроорганизмы, так и их «останки».

4. Серологические методы диагностики

Данные методы основаны на выявлении у животных специфических антител.

Заражение инфекционным агентом, если оно происходит впервые, в течение недели вызывает у животного умеренный рост иммуноглобулинов класса М (IgM) и постепенное увеличение иммуноглобулинов класса G (IgG), которое достигает пика через 14 дней.

Определение уровня антител у животных с остро начинающимся заболеванием  (таким как бабезиоз) дает мало полезной диагностической информации. Для диагностики хронических заболеваний (например, моноцитарного эрлихиоза) измерение уровня антител будет более полезным. 

Продукция антител у каждого животного может сильно варьироваться; этот процесс зависит от возраста, иммунного статуса и генетической принадлежности. Лучший способ оценки степени сероконверсии заключается в исследовании парных сывороток, взятых с интервалом в 2-3 недели.

Растущий титр антител указывают на недавнюю и, следовательно, клинически значимую инфекцию, особенно если это подтверждается соответствующими клиническими признаками.

  Альтернативным методом определения недавней инфекции является измерение уровня IgM, однако в ветеринарной практике данный метод практически не используется.

1)  Твердофазный иммуноферментный анализ (ИФА, ELISA)

Принцип метода заключается в том, один их специфических реагентов (антиген) иммобилизуют на твердой фазе. Затем последовательно добавляют другие специфические реагенты, проводя после инкубации каждого из них промывку с целью удаления несвязавшихся компонентов.

Один из специфических реагентов, так называемый конъюгат, содержит ферментную метку. Для визуализации результата в конце реакции добавляют хромогеновый субстрат. Через определенный промежуток времени реакцию останавливают и проводят считывание на спектрофотометре.

Для определения титра антител в сыворотке готовят несколько последовательных разведений; титр антител определяется как обратный последнему видимому разведению (к примеру, если последнее разведение было 1:2000, то титр антител составит 2000).

Метод твердофазного ИФА является наиболее предпочтительным для определения наличия антител к возбудителям, антигены которых легкодоступны (т.е. это либо легко культивируемые микроорганизмы, либо те, для которых получены рекомбинантные антигены).

Кроме того, он может использоваться и для выявления антигенов возбудителя – например при диагностике инвазии Dirofilariaimmitisили вируса лейкемии кошек.

Для использования полноценного твердофазного иммуноферментного анализа необходимо наличие специального лабораторного оборудования. Однако существует экспресс-модификация ИФА (SNAP, IDEXX Laboratories), где антиген/антитела иммобилизированы не на плашке, а на мембранном фильтре.

Эти тесты широко используются в клиниках для диагностики трансмиссивных заболеваний (лейшманиоза, дирофиляриоза, анаплазмоза, эрлихиоза и боррелиоза). Однако они не дают возможность зафиксировать рост или снижение титра антител, а также определить их принадлежность к M или G классу.

2) Метод флюоресцирующих антител (МФА, IFA)

В случае, когда культивирование микроорганизма сопряжено с техническими сложностями либо небезопасно, применяют метод иммунофлюоресценции. При этом может быть обнаружен как сам организм в зараженных клетках и тканях пациента (прямой МФА) либо наличие в сыворотке специфичных антител (непрямой МФА).

В непрямом МФА зараженные клетки (как правило, культурального происхождения) зафиксированы на предметных стеклах либо планшетках. Сама процедура исследования схожа с таковой в ИФА. Однако в конъюгате вместо фермента здесь используется специальный краситель, дающий при определенной длине волны флюоресцентное свечение, которое можно видеть в специальный микроскоп.

Количество антител также определяется по последнему разведению, давшему положительный результат.

Прямой МФА считается менее чувствительным; используется в тех случаях, когда число зараженных клеток невелико (например, для выявления в мазках крови морул Anaplasmaphagocytophilum).

3) Иммуноблот (вестерн-блот)

Представляет собой метод, при котором возможна визуализация взаимодействия антител с каждым антигеном в отдельности. Антигены возбудителя отделяются друг от друга с помощью электрофореза, а затем в виде полос наносятся на специальную мембрану (обычно нитроцеллюлозную).

 Дальнейшие стадии аналогичны таковым в ИФА. Для детекции результатов обычно используют иммунопероксидазный метод; при этом комплексы антиген-антитело визуализируются как отдельные темные полосы.

Таким образом, можно понять, на какие именно антигены возбудителя в организме животного выработались антитела. Наибольшее значение метод иммуноблоттинга имеет при диагностике клещевого боррелиоза (болезни Лайма), поскольку  метод ИФА при этом часто дает ложноположительные результаты.

  Кроме того, этот метод считается «золотым стандартом» при диагностике вирусного иммунодефицита кошек.

4) Иммунохроматография (ИХА, «экспресс-тесты»)

По этому принципу сделано большое количество «быстрых тестов», широко используемых в ветеринарных клиниках. Полученная от животного сыворотка наносится на мембрану, содержащую связанный с молекулами золота антиген.

Специфичные антитела в сыворотке связываются с антигеном; образовавшийся в результате комплекс антиген-антитело продвигается с током жидкости по тестовой зоне, пока не достигнет матрикса, который его связывает. Данный комплекс выглядит как розовая полоса в зоне преципитации.

Аналогично выглядит положительный контроль. Результат, выдаваемый тестами, как правило, является качественным – то есть нарастание или снижение уровня антител по ним отследить невозможно.

Некоторые тесты (например, для диагностики парвовирусного и коронавирусного энтерита, лейкемии кошек, сердечного дирофиляриоза) выявляют наличие в сыворотке соответствующего антигена – в таком случае результат является качественным.

Таким образом, в статье были рассмотрены основные методы, применяемые сегодня для диагностики инфекционных заболеваний животных.

Особое внимание хотелось бы уделить тому, что не существует какого-либо универсального метода для диагностики того или иного заболевания.

Поэтому от врача при постановке диагноза требуется комплексный подход; необходимо учитывать анамнез, длительность заболевания, клинические признаки и данные общих лабораторных исследований.

Кроме того, необходимо умение правильно интерпретировать результаты – ведь даже обнаружение антител (особенно класса G) к тому или иному возбудителю не говорит о том, что именно этот этиологический агент является причиной нынешнего состояния животного. Только грамотное применение и интерпретация специальных методов исследования (не только при диагностике трансмиссивных заболеваний)  в сочетании с клинической картиной дает возможность правильно поставить диагноз и назначить адекватное лечение.

Вернуться к списку

Источник: https://vetacademy.ru/obuchenie/stati/metody-laboratornoy-diagnostiki-infektsionnykh-zabolevaniy-zhivotnykh/

Исследование дыхательной системы

Основные клинические методы исследования легких у животных. Методы исследования животных

Исследование дыхательной системы необходимо проводить в следующем порядке: клиническая оценка носовых истечений, дыхательных движений, кашля, исследование дыхательных путей.

Клиническая оценка носовых, дыхательных движений и кашля.

При исследовании носовых истечений оценивают его свойства, количество, время появления, одностороннее или двустороннее.

Исследование проводят методом осмотра и при необходимости лабораторно (микроскопирование) и устанавливают характер пат. процесса и его локализацию: появление экссудата – развитие воспаления, а в зависимости от воспалительного процесса экссудат может быть серозным, серозно-катаральным, гнойным, фибринозным, геморрагическим.

Истечение экссудата отмечается при воспалении слизистой оболочки дыхательных путей, придаточных полостей носа, легочной ткани.

Гнойные истечения могут быть при гайморитах, фронтитах, бронхитах, бронхоэктазиях, при ринотрахеите, гриппе животных, заразном насморке, абсцессах легкого.

Гнойно-гнилостные – при путридном бронхите, гангрене легких.

Кариозный запах – спутник гнойно-гнилостного воспаления придаточных полостей носа, некроза носовых костей.

Запах ацетона – при кетозе.

Шафранно-желтый – фибринозное воспаление.

Если появляется транссудат – это признак отечных явлений, при отеке гортани, легких. Появление из носа крови – может быть при геморрагическом диатезе, рвоте.

Количество и время выделений зависит от пат. процесса: при острых воспалениях выделения обильные; при хроническом – скудные; внезапное увеличение носовых истечений – внезапный выход экссудата из придаточных полостей расширенных участках дыхательных путей, полостей легких.

Обильное выделение экссудата при наклоне головы – воспаление верхнечелюстной и лобных пазух; при гангрене легких, бронхоэктазиях – носовые выделения увеличиваются при кашле.

Дыхательные движения исследуют методами осмотра, пальпации и аускультации грудной клетки.

Обращают внимание на частоту и глубину дыхания, его ритм, тип, симметричность дыхательных движений, одышку.

Дыхательные движения – это чередование фазы вдоха и выдоха с поочередным расширением и сужением грудной клетки, движениями брюшной стенки, крыльев носа.

Частота дыхания определяется по результатам подсчета дыхательных движений в одну минуту и зависит от конституции, породы животных возраста, продуктивности, физиологического состояния, нагрузки, приема корма, от колебаний температуры окружающей среды.

Учащение дыхания (полипноз) может быть при повышении температуры тела, при болевых раздражениях, поражениях нервной системы, пневмонии, гангрене, эмфиземе легких, анемии, гипоксемии.

Нарушения ритма дыхания

Проявляется в форме:

1. сакардового дыхания (толчкообразное)

2. дыхание Гейна-Ситокса периодичность возникновения дыхательных движений и их затухание.

3. дыхание Виота – дыхательные движения правильны, но удлиненные паузы.

4. дыхание Кусмауля – углубленное дыхание и растянутость фаз вдоха и выдоха.

5. ассиметричное дыхание – увеличение или уменьшение объема и амплитуды движений либо правой, либо левой половины грудной клетки.

Тип дыхания – это движение грудной или брюшной стенки; есть дыхание грудное, брюшное и смешанное.

У здоровых животных дыхание смешанное, у больных – разное.

Одышка – комплекс симптомов, характеризующихся нарушением дыхательного акта, может быть инспираторной (вдыхательная) и экспираторной (выдыхательная), инспиратоно-экпираторной (смешанная).

Кашель – это рефлекторная реакция на раздражение рецепторного аппарата гортани, трахеи, бронхов, плевры.

Кашель может быть сильный, слабый, частый, редкий, продолжительный, короткий, болезненный, сухой, влажный.

При поражении гортани, трахеи – кашель сильный, громкий короткий, отрывистый, сухой.

При пат. процессах в легких – слабый, протяжной, глухой, глубокий.

При поражении плевры – болезненный, покашливание.

При рините – прообраз кашля – чихание, фыркание.

Исследование верхнего отдела дыхательной системы

Исследование носа проводят осмотром, пальпацией, используют осветительные приборы. При исследовании обращают внимание на цвет сл. об., наличие припуханий, сыпей, изъязвлений, опухолей, механических повреждений.

Исследование придаточных полостей носа – верхнечелюстная лобная пазуха – исследуют осмотром (устанавливают изменение внешних контуров, конфигураций); пальпацией – чувствительная размягченность костей; перкуссией – по звуковым изменениям, тупой звук при фронтите, гайморите, аэроцистите.

Исследование гортани, трахеи – наружное исследование гортани, трахеи проводят путем осмотра – деформация, увеличение, искривление, пальпацией – консистенцию, чувствительность, местную температуру; аускультацией – шумы, хрипы.

Внутреннее исследование осуществляют путем осмотра с использованием у КРС прибора ШОГ (шпатель с осветлителем В. И. Гаврилова), у птиц и плотоядных осмотр можно проводить без приборов.

Исследование щитовидной железы проводят осмотром, пальпацией в области первых колец трахеи справа и слева, обращают внимание на величину, консистенцию, болезненность.

Исследование грудной клетки осуществляют осмотром – форму, величину; пальпацией – изменение температуры, чувствительности, консистенции, формы тех или иных частей груди, вибрацию грудной клетки; перкуссией – границы легких у КРС, задние границы по линии маклока – 11 межреберье; лопатко-плечевое сочленение – в межреберье; правое легкое 11 и 10 межреберье.

У свиней – по маклоку – 11 межреберье

по седалищному бугру – 9 межреберье

по лопатко-плечевому сочленению – 7 межреберье.

У лошадей – по маклоку – 16 межреберье

по седалищному бугру – 14 межреберье

по лопатко-плечевому сочленению – 10 межреберье

У собак по маклоку – 11 межреберье

по седалищному бугру – 9 межреберье

по лопатко-плечевому сочленению – 8 межреберье.

При перкуссии по изменению перкуторного звука определяют локализацию повреждения, характер повреждения.

Притупленный звук при выстукивании говорит об уменьшении воздушности легких (скопление экссудата).

Тупой звук при полном отсутствии воздуха в целой доле или части ее.

Тимпанический звук – при увеличении воздушности легких.

Металлический звук – при образовании больших полостей.

Звук треснувшего горшка – образование полостей сообщается с бронхами.

Аускультация грудной клетки – исследовать звуковые колебания в различных отделах дыхательной системы, т. е. шумы, которые создают рабочие органы дыхательной системы и патологические, возникающие на почве повреждений (хрипы, треск, крепитации).

Источник: https://veterinarua.ru/klinicheskaya-diagnostika/539-issledovanie-dykhatelnoj-sistemy.html

Поделиться:
Нет комментариев

    Добавить комментарий

    Ваш e-mail не будет опубликован. Все поля обязательны для заполнения.